A legegyszerűbb piroplasmidok detektálására és vizsgálatára a piroplasmidok kimutatására szolgáló módszereket kenetek
A piroplasmidok kimutatására a vérzsírokat olyan állatokból vizsgálják, amelyek betegek vagy a betegség gyanúja áll fenn. Beteg állatok halála vagy kényszerműködése esetén a kenetek az agy, a lép, a máj, a vesék, a tüdő és az érintett nyirokcsomók tartályaiból állíthatók elő.
A keneteket csak a friss holttestek szerveiből állítják elő, mert bennük a paraziták gyorsan lizálnak, különösen magas környezeti hőmérsékleten. Szükség esetén intézkedéseket tesznek a fertőző betegségek felszámolására.
Használjon jól zsírtalanított pohár. A kutatás vért a legjobban a perifériás hajóktól veszik. A gyűjtemény helyét a hajszárítással készítik el, majd fertőtlenítik és zsírtalanítják az etil-alkohol, az alkohol-éter használatával. Az injekciót tűvel vagy a fül hegyét ollóval vágják.
Egy csepp vér átmérője nem több, mint 2-3 mm, kiálló helyén egy lyukasztás, tedd szélére egy zsírosított csúszda és kenetet. Nagyon fontos, hogy kenetet készítsen az első vércseppről, tk. sokkal több eritrocitát tartalmaz a piroplasmidok által érintett. A következő kenetet friss vércseppből kell előállítani, miután eltávolította a vérrögöt az injekció beadásának helyéről.
A kenetek előállítását az állatok testhőmérsékletének emelkedésének és az első klinikai tünetek megjelenésének időszakában kell végrehajtani, mielőtt konkrét gyógyszerek bevezetése megtörténne. A keneteket levegőn szárítjuk 10-20 percig, elkerülve a közvetlen napfénynek való kitettséget és a legyekhez való hozzáférést. Ezután egy tűt vagy egy egyszerű ceruzát írnak alá, jelezve az állat fajtáját és számát, a felvétel időpontját és helyét.
A rögzítéshez használjunk 3-5 perc alatt vérekenapokkal töltött metilalkoholt, amely után az üvegt eltávolítjuk és 15-20 percig szárítjuk.
Az abszolút etilalkohol és éter egyenlő részének keverékét vagy csak 15-20 percnyi etil-alkohol keverékét állíthatja be.
A jól előkészített kenetnek egységesnek és vékonynak kell lennie. Sűrű kenetekben a vörösvérsejtek és paraziták nagy nehézségekkel küzdenek.
A színt Romanovsky-Giemsa készítheti. Hogy előkészítse a dolgozó színezék oldat 1 ml desztillált vizet adunk hozzá 1-3 csepp festékoldat alap. A munkaoldat leginkább a lencse alatt ragasztva van az üveg alatt. Ezekben az esetekben a kenet nem marad feloldatlan részecskék mikro festék, amely megkönnyíti a keresést mikroszkópos piroplazmid gyűrűs formák és differenciáldiagnosztikája. A kenetek festésének időtartama 30-40 perc. Ezen időszak után a festék mosás, tampont desztillált vízzel mossuk, szárítjuk, és vizsgáltuk mikroszkóp. A színminőség a közeg pH-jától függ (az optimális közeg 6,8-7,0). A megfelelően festett löketek rózsaszín színűek, lila árnyalattal. A vörösvérsejteket festett rózsaszín citoplazmájában limfociták - kék, az alapvető - sötét lila, protoplazmáját a parazita - kék, db kromatin - sötétvörös vagy vörös.
Fedezze fel a keneteket mikroszkóp alatt egy merülő rendszerrel.
Az eimeriózis és az izospór diagnózisa
Az oociszták és izoszporok jelenlétének azonosítása a székletből, a béltartalomból és más anyagokból, számos módszert alkalmaznak.
A natív kenet módszere a legegyszerűbb és könnyen végrehajtható bármilyen körülmények között, nem igényel különleges felszereléseket és reagenseket az oociszták kimutatására.
Egy tiszta üveglapon pipettával 2-4 csepp tiszta vizet (desztillált, csapvízzel) adunk hozzá, kis mennyiségű székletet adunk hozzá és összekeverjük. A kenetet egy fedőréteggel borítják, és kicsi (x 8,10) és közepes (x 40) objektum alatt vizsgálják. Az ürülék helyett ugyanúgy tanulmányozhatja a bélmembránok kaparását.
Kis mértékű fertőzéssel nehéz az oocisztát ily módon felismerni, de magas fertőzéssel lehetővé teszi a fertőzés intenzitásának viszonylag megbízható megítélését.
Pontosabb eredményeket érhetünk el különböző, nagy fajsúlyú oldatok alkalmazásával. Ilyen megoldásokban az oociszták egy idő után lebegnek a felszínre.
A leggyakoribb flotációs módszerek a következők: Füleleborn, Darling, Scherbovich, Kotelnikov és Khrenov módszerei és mások (lásd Helminthooscopy).
Az eimeriidák vizsgálata az érintett szervekben. Az eimeriidák jelenlétének tanulmányozására a kisméretű és vastagbélből készült darabokat állatok, nyulak, továbbá a máj és a liba esetében vesék is tartalmazzák. Az anyagot rögzítő folyadékba helyezzük - 10% formalin vagy 96% etilalkohol oldatot. Legjobb a semleges formalin alkalmazása, melynek elkészítéséhez a kalcium-karbonát (kréta) porát használjuk fel, 10% -ot adunk a formalin térfogatához, és 5-6 napig hagyjuk ülepedni, majd üledékkel tároljuk.
Az anyag rögzítésének legjobb módja az üvegáru. Télen jobb etil-alkoholt használni rögzítő folyadékként. Az év időtartamától függetlenül ajánlatos 24 óra elteltével cserélni. Ha különböző állatokból származó orgonákat helyezünk egy üvegbe, ajánlatos a gézzsákokba befedni. Az edényekben rögzítő anyaggal ellátva egy papírcímkét helyeznek el, amelyen az állat faját, a gyűjtemény számát és dátumát grafit ceruzával jelölték meg.
Az elkészített szövettani szakaszokat a hematoxilin-eozin legjobban festik.
Ha szükséges, az oociszták eymeriid megőrzése hosszú ideig egy 5% -os formalin-oldatot, 0,1% kálium-dikromát oldatot, Barbagallo folyadék (3% -os formalin-oldat izotóniás nátrium-klorid-oldat).
A toxoplazma elkülönítéséhez használják az elhullott állatok szerveit: az agyat, a nyirokcsomókat, a májat, a lépet, a tüdőt, a placentát és a megszakított magzat szerveit. Először az érintett szervekből származó keneteket készítenek, amelyeket metil-alkohol (etil) -vel rögzítenek, és Romanovsky-Giemsa festett. A szervek kiválasztása és a kenetek elkészítése legkésőbb 2-3 órával az állatok levágása vagy halála után történik.
Ily módon a toxoplazmát nem mindig lehet izolálni.
Hatékonyabb módja egy biológiai vizsgálat elvégzése fehér egerekre.
Ehhez a kiválasztott anyagot a belső szervekből kis mennyiségű izotóniás nátrium-klorid-oldattal eldörzsöljük, és a kapott szuszpenziót 3-5 fehér egérbe intraperitoneálisan adjuk be 0,5 ml-rel. Pozitív esetekben az 5.-7. Napon egy olyan betegség alakul ki, amelyben a hasüregben nagy mennyiségű toxoplazmát tartalmazó izzadság gyűlik össze. Negatív biológiai vizsgálattal, valamint a toxoplazma felhalmozódásával a 3-5 "vak passzusokat" úgy végezhetjük, hogy az agyszuszpenziót injekciózunk egerek egérből származó, előzőleg fertőzött fehér egerekből.
Az állatok toxoplazmózisára vonatkozó, a 21.01.84-re jóváhagyott módszeres utasítások a gyomornedvben történő mesterséges emésztést javasolják az anyag cisztákkal történő dúsításával. A patkányok (nyirokcsomók, eldugult magzat hosszúkás agya) őröltek, 50 g darált húst helyeznek egy 1 literes lombikba, és 10 térfogat mesterséges gyomornedvvel töltik fel. A lombikot egy termosztátba helyeztük 37 ° C-on 1,5 órán át. A kapott masszát gézen szűrjük, majd a szűrletet 2000 fordulat / perc sebességgel centrifugáljuk. 15 percig. A felülúszó eltávolítása után a pelletet kétszeres térfogatú izotóniás oldatba újraszuszpendáljuk antibiotikumok hozzáadásával (penicillin, sztreptomicin 1000 egység 1 liter szuszpenzióhoz). 0,3 ml-es adagot intraperitoneálisan 3-5 fehér egérbe adunk be.
A toxoplazma kimutatására a keneteket a hasüreg tartalmából vagy az agyból származó kenetekből állítják elő, rögzítve, majd Romanovsky-Giemsa festékkel.
A jelenléte kórokozó az állat lehet megerősíteni a RSK (RDSK), amely fel összhangban „utasítást ideiglenes bejelentés toxoplasmic antigént Kaz.NIVI és Állattani Intézet Kaz.SSR a komplement fixálás RAC (RDSK) szerológiai diagnosztizálására toxoplazmózis és toxoplazmatikus szállítás állatokban ".
A kimutatáshoz a sarcocisztust a nyelőcső nyakrészében, a vázizmokban vizsgálják. Találd meg a köles és a köles méretű makrocikrot.
A sertések, ezek megtalálhatók az izmok a rekeszizom, intercostals és mások. Sarcocyst megszabadítottuk a körülvevő szövetek, mikroszkóp tárgylemezen elpusztítani 2-3 csepp izotóniás nátrium-klorid-oldattal, majd egy csepp szuszpenzióban mikroskopiruyut egy középső nagyítású mikroszkóppal hűtővel leengedett. Pozitív esetekben banán alakú (sarló alakú) merozoiták találhatók.
A mikrociszták kimutatását a nyelőcső, a membrán, a szív, a csontváz izomzataiból nagyméretű szeletek vizsgálatával végezzük. A metszeteket kompressziós vágású formában vizsgáljuk a mikroszkóp kicsiny nagyítása alatt. Ezek Romanovsky-Giemsa, gentsianviolet, metilénkék stb. Szerint festhetők.
A sarcocisztát az érintett szövetek szövettani vizsgálatában is kimutathatjuk. A kiválasztott szövetdarabokat egy semleges formalin 10% -os oldatában rögzítjük. A hisztos vágásokat hagyományos módszerekkel állítják elő, és hematoxilin-eozinnal festik.
Izolálása Trichomonas által termelt mikroszkópos és a kultúra vizsgálatok kórbonctani anyag (lejárati és a mosófolyadékot a nemi szervek, a magzatvíz, placenta scrapings, abomasal tartalmát megszakadt magzat, a titkos paranazális ivarmirigyek, sperma).
Kimutatására a Trichomonas felvisszük a mozgatható szánon kórbonctani anyag formájában vastag kenet vagy összenyomva csepp, és mikroskopiruyut kezdetben egy kis, majd az átlagos növekedés a mikroszkóp látóterében a árnyékos mikroszkóppal. Kenet lehet színezett Romanovsky-Giemsa előre fixálás metanolban.
A vizsgált anyag terményeit speciális táptalajon (Petrovsky medium) 0,3-0,5 ml mennyiségben állítják elő a mintaszedménnyel. Az anyagot 37 ° C hőmérsékletű termosztátba helyezzük és a 3., 5., 7. és 10. napon vizsgáljuk. 24-46 óra elteltével növekedhet a trichomonadok száma.
A fenti módszereket a trichomonadok izolálására használják a genitális szervek szarvasmarhák veseiben.
A sertésekben a Trichomonas madarak a belekben és más szervekben élnek. A paraziták elkülönítéséhez az érintett szervekből származó kaparást használják és vizsgálják natív kenetgel.
Bizonyíték van arra, hogy ezek a Trichomonas is jól fejlődik a mesterséges táptalajon.
A balantidium elválasztását frissen izolált székletvizsgálattal, vagy az állatok végbéléből kivontuk. Az anyagot legkésőbb 2-3 órával meg kell vizsgálni. A sertéseknek a balantidium jelenlétére történő lefaragását az állat halála után 5-6 órán belül meg kell vizsgálni. A későbbiekben a baltizidot nem lehet kimutatni lízisük miatt. Bizonyos adatok szerint (AI Fedorov, 1980) a malacok levágását vagy halálát követő 1,5-2 órában a holttesteket a balantidium kimutatására kell vizsgálni.
A bélsár mikroszkópos vizsgálata közvetlenül a gazdaságban történik, a natív kenet módszer segítségével. Ehhez, hogy egy kis mennyiségű széklet helyezünk egy üveg tárgylemezre, és egyenletesen összekevertük azonos mennyiségű meleg izotóniás oldatot vagy desztillált vizet a nátrium-klorid (a hőmérséklet nem haladja meg a 37,0 ° C-on), borított fedőlemezzel, és a megtekintés alapján kenet kis nagyítással mikroszkóppal. Pozitív esetekben vegetatív formákat és balantidium cisztákat találunk. A mikroszkóp alatt egyértelműen láthatóak a nagy csibérrel gyorsan mozgó paraziták.
Szükség esetén szövettani vizsgálatot végezzen, válassza ki a vastag és vékonybél falainak darabjait, a gyomrot, a nyirokcsomókat, a parenchimális szerveket, és rögzítse 10% -os formalinoldatban. A heto-mexilin-eozinnal festett histoszkópok megfestették.